CERCOSPORA CANTUARIENSIS NA HMELJU V AVSTRIJI IN SLOVENIJI
Sebastjan RADIŠEK1, Gregor LESKOŠEK2, Jernej JAKŠE3, Branka JAVORNIK4
UDK / UDC 632.25: 633.791 (436) (497.4) (045) izvirni znanstveni članek / original scientific article prispelo / received: 17.10.2008 sprejeto / accepted: 16.12.2008
IZVLEČEK
V avgustu leta 2005 je prišlo na hmeljarskem območju Lučane (Leutschach) na avstrijskem Koroškem, do agresivnega izbruha neidentificirane cerkosporoidne glive, ki je v več nasadih sort Celeia in Cicero, prizadela precejšnji del listne mase in storžke. V letu 2006 se je bolezen pojavila v manjšem obsegu, medtem ko je konec avgusta v letu 2007 ponovno prišlo do večjega izbruha, ki je tokrat zajel tudi nasade v Sloveniji, v Radljah ob Dravi. Na osnovi klasičnih in molekularnih diagnostičnih tehnik je bila kot povzročiteljica bolezenskih znamenj identificirana gliva Cercospora cantuariensis. V prispevku so predstavljene ocene izgube pridelka v najbolj prizadetih nasadih, diagnostične tehnike identifikacijske analize in osnovne epidemiološke lastnosti povzročiteljice s taksonomijo ter usmeritvami za obvladovanje.
Ključne besede: diagnostika, bolezni rastlin, varstvo rastlin
CERCOSPORA CANTUARIENSIS ON HOP IN AUSTRIA AND SLOVENIA
ABSTRACT
In August 2005, necrotic lesions on cones and leaves were observed on hop varieties Celeia and Cicero in the Kärnten (Leutschach) region of Austria, caused by unidentified cercosporoid fungi. In 2006 the disease appeared in minor extend, but in 2007 a new severe outbreaks emerged which spread also to the nearby hop growing area in Radlje ob Dravi, Slovenia. On the basis of classical and molecular diagnostics techniques, fungus Cercospora cantuariensis was identified as the causal agent. The article presents crop loss assessments from affected hop gardens, diagnostics techniques used in the identification analysis, basic epidemiology of the fungus with taxonomy and directions for crop protection.
Key words: diagnostics, plant diseases, plant protection
1,2 Inštitut za hmeljarstvo in pivovarstvo Slovenije, Oddelek za varstvo rastlin, Diagnostični laboratorij, Cesta
Žalskega tabora 2, SI-3310 Žalec
3,4
Univerza v Ljubljani, Biotehniška fakulteta, Oddelek za agronomijo, Katedra za genetiko, rastlinsko
biotehnologijo in žlahtnjenje, Jamnikarjeva 101, SI-1000 Ljubljana
1 UVOD
V sredini avgusta leta 2005 je prišlo na hmeljarskem območju Lučane (Leutschach) na avstrijskem Koroškem, do agresivnega izbruha neidentificirane cerkosporoidne glive, ki je v več nasadih hmelja sort Celeia in Cicero, kljub večkratni uporabi bakrenih pripravkov, prizadel precejšnji del listne mase in storžke. V letu 2006 se je bolezen pojavila v manjšem obsegu, medtem ko je konec avgusta v letu 2007 ponovno prišlo do večjega izbruha, ki je takrat zajel tudi nasade v Sloveniji, v Radljah ob Dravi. Bolezen je zelo hitro napredovala, predvsem na sortah Celeia, Bobek in Aurora tako, da je bilo potrebno izvesti predčasno spravilo pridelka. Pri pregledu obolelih nasadov v Lučanah iz leta 2005, smo v letu 2006 in 2007 bolezen najprej opazili na spodnjem in srednjem delu rastlin, v preostalih nasadih, kamor se je razširila, pa je bolezen prizadela predvsem zgornjo tretjino rastlin. Bolezenska znamenja na listju so se najprej izrazila v obliki majhnih ovalnih vijolično rjavih peg, ki so se pozneje razvile do velikosti premera en centimeter. Z napredovanjem bolezni so se pege združevale in na najbolj prizadetem listju zajele celotno listno površino. Na storžkih so se pojavile rdečo rjave nekroze nepravilnih oblik, ki so se širile in v nekaterih primerih zajele celotno površino storžkov.
Opisi podobnih bolezenskih znamenj na navadnem hmelju (Humulus lupulus) so znani iz Anglije, Nemčije, Rusije; na japonskem hmelju, ki spada med enoletne rastline brez gospodarske vrednosti, pa iz Kitajske in Koreje (Humulus japonicus) [3,22]. Poudariti je potrebno, da v nobenem primeru ni opisov o večjih izbruhih, ki bi povzročili gospodarsko škodo na navadnem hmelju. Zaradi nenadnega in agresivnega bolezenskega pojava, ki je poleg listja prizadel tudi storžke in povzročil škodo na pridelku, smo takoj pričeli s postopki identifikacije povzročitelja, saj je le to predpogoj za vse nadaljnje aktivnosti pri varstvu pridelka. V prispevku je predstavljena identifikacijska analiza povzročitelja bolezni, njegove osnovne epidemiološke lastnosti s taksonomijo in usmeritvami za obvladovanje.
2 MATERIAL IN METODE 2.1 Izolacija in mikroskopska analiza
Izolacijo glive smo opravili iz prizadetega tkiva storžkov in listja, ki smo ga predhodno mikroskopsko pregledali. Pri tem smo v sterilnih pogojih izvedli površinsko sterilizacijo z namakanjem tkiva (2 min) v 2 % raztopini natrijevega hipoklorida (NaOCl). Koščke tkiva smo nato položili v petrijevke s krompirjevem dekstroznim agarjem (PDA-potato dextrose agar; pH 5.2; 50 mg streptomicin sulfat/l) in inkubirali pri sobni temperaturi v temi. Po 4 dneh smo izolirane kulture mikroskopsko pregledali in z namenom ohranitve čistih kultur ter nadaljnjega opazovanja precepili na identifikacijsko gojišče V-8. Izolate izolirane na območju Slovenije smo označili z zaporedno številko in kratico CCS, iz Avstrije pa CCA.
2.2 Patogeni testi
Patogene teste smo izvedli z umetnimi okužbami storžkov in listja lateralnih poganjkov, ki smo jih nabrali v nasadu sorte Celeia. Pri tem smo po dva lateralna poganjka uredili v obliki šopkov v 500 ml erlenmajericah v 4 ponovitvah za vsako sorto. Inokulum smo pripravili s spiranjem kultur reprezentativnega izolata (2CCS) s sterilno destilirano vodo. Infekcijski
potencial inokula smo s Thoma števno komoro umerili na koncentracijo 105konidijev/ml. Lateralne poganjke smo inokulirali z ročno razpršilko, pokrili s prozorno P VC vrečko in inkubirali v rastni komori (Kambič, RK-13300) pri 80 % relativni zračni vlagi in pod 12-urno fotoperiodo fluorescentne svetlobe (L 58W/77; Fluora, Osram). Kontrolne rastline smo na enak način poškropili s sterilno destilirano vodo. Pri tem smo v času osvetlitve temperaturo komore naravnali na 20° C, v temni fazi pa na temperaturo 15° C. Pojav bolezni na lateralnih poganjkih smo ocenili 3 in 7 dni po inokulaciji kot delež prizadete površine listja in storžkov s skalo 0-5 (0 = brez bolezenskih znamenj, 1 = 1-20%; 2 = 21-40%; 3 = 41-60%, 4 = 61-80%, 5 = 81-100%). Prisotnost glive na prizadetem tkivu smo potrdili s svetlobnim mikroskopom in reizolacijo izolata.
2.3 Izolacija DNA
Pred izolacijo DNA smo izolate namnožili v tekočem gojišču »General fungal medium« [20]. Kulture smo 4-5 dni inkubirali v temi pri sobni temperaturi na rotacijskem stresalniku (50 vrt./min). Po inkubaciji smo micelij iz gojišča filtrsko odstranili in ga večkrat sprali s sterilno destilirano vodo. Sledila je izolacija DNA po vpeljanem SDS protokolu, ki sta ga razvila Lee in Taylor [14], z manjšimi modifikacijami. Za izolacijo DNA iz prizadetega rastlinskega tkiva smo uporabili CTAB metodo [13].
2.4 Molekularna identifikacija
Molekularno identifikacijo smo opravili z določitvijo nukleotidnega zaporedja ITS (angl. Internal Transcribed Spacer) regij ribosomalnih RNA genov (rRNA). Pri tem smo najprej izvedli polimerazno verižno reakcijo (PCR) pomnoževanja ITS1, 5.8S rDNA in ITS2 regij s pomočjo ITS4/ITS5 specifičnih začetnih nukleotidov [21]. Reakcijske mešanice (50 ^l) so vsebovale 1x PCR pufer, 0,2 mM vsakega dNTP-ja, 0,5 ^M vsakega začetnega oligonukleotida, 1,5 mM MgCl2 in 0,6 enote encima Taq DNA polimeraze in 20 ng genomske DNA glivnih izolatov. V primeru kontrolne reakcije smo namesto DNA izolatov, uporabili 2 ^l sterilne vode. Reakcije smo izvajali v PCR napravi PE9700 (Perkin Elmer, Foster City, ZDA), po naslednjem temperaturnem profilu: začetna 4-minutna denaturacija pri 94° C, ki ji je sledilo 30 ciklov pri 94° C (45 s), 58° C (30 s) in pomnoževanje pri temperaturi 72° C (70 s). Uspešnost PCR pomnoževanja smo preverili z 1,6 % agarozno gelsko elektroforezo. Določitev nukleotidnega zaporedja smo izvedli s pomočjo sekvenčnega servisa (Macrogene, Korea). Nukleotidna zaporedja fragmentov smo primerjali s podatki v GenBank (NCBI) podatkovnih bazah z uporabo skupine programov BLAST [1].
2.5 Ocenitev obsega in stopnje okužbe
Ocenitev pojava bolezni v prizadetih nasadih smo opravili v času obiranja hmelja. Pri tem smo na končnem traku obiralnega stroja odvzeli vzorce v obsegu približno 4000 storžkov, izmed katerih smo jih za nadaljnjo analizo naključno izbrali 400. Izbrane storžke smo v laboratoriju pregledali s svetlobnim mikroskopom in jim ocenili stopnjo okužbe z ocenjevalno skalo od 0-4 (0 = brez okužbe, 1 = do 1 %, 2 = 1-5 %, 3 = 5-20 %, 4 = nad 20 % okužba). Indeks okužbe smo izračunali po formuli Townsend-Heuberger.
3 REZULTATI IN DISKUSIJA 3.1 Morfološka identifikacija
Mikroskopski pregled prizadetega tkiva listov in storžkov je razkril prisotnost bledo rjavih konidijev in konidioforov (slika 1). Konidiofori so se pokazali kot nerazvejani, septirani (1-7), pokončni, veliki 10 (8-20) x 40 (25-200) ^m, z okroglasto konico. Oblika konidijev je bila cilindrična, ravna do delno ukrivljena, velikosti 13 (10-21) x 250 (135-510) ^m, s 5-19 septami ter z okroglim do rahlo koničnimi konci. Z metodo površinske sterilizacije smo iz prizadetega tkiva na V8 gojišče izolirali po 5 izolatov iz Avstrije (1-5CCA) in Slovenije (1-5CCS). Kulture so razvile rahlo puhast zeleno do sivo rjav micelij s koncentričnem razvojem, ki so hkrati z razvojem sporulirale oz. sprožile nastanek konidijev. Na osnovi morfoloških lastnosti smo določili, da je izolirana gliva Cercospora cantuariensis Salmon & Wormald [4].
Slika 1: Bolezenska znamenja hmelja ob okužbi z glivo Cercospora cantuariensis. a: rjavenje storžkov; b: pege na listju; c: konidiji
Figure 1: Disease symptoms on hop caused by Cercospora cantuariensis: a: brown lesions on hop cones; b: lesions on leaves; c: conidia
Zelo podobna bolezenska znamenja in morfološke lastnosti razvijeta tudi glivi Pseudocercospora humuli (Hori) Y.L. Guo & X.J. Liu in P. humuli-japonici Sawada ex Goh & W.H. Hsieh (slika 2), ki se večinoma omenjata kot parazita japonskega hmelja, zato smo potrditev morfološke identifikacije nadaljevali z molekularno analizo.
Slika 2: Pseudocercospora humuli-japonici: A, Skupek konidioforov. B, Konidiji. C, Pege na listu [10] Figure 2: Pseudocercospora humuli-japonici: A, Fascicle of conidiophores. B, Conidia. C, Leaf spots [10]
3.2 Patogeni testi
Z namenom potrditve Kochovih postulatov in določitve inkubacijske dobe smo izvedli testiranje patogenosti reprezentativnega izolata 2CCS. Pri tem smo umetno okužili lateralne poganjke hmelja sorte Celeie, ki se je do sedaj izkazala za občutljivo. Poganjke smo izpostavili visokemu infekcijskemu potencialu in ob tem ustvarili idealne pogoje za razvoj bolezni. Prva bolezenska znamenja so se razvila že 3 dni po inokulaciji. Na listih so se razvile vijolično rjave pege, ki so se z napredovanjem večale in združevale ter v tednu dni kolonizirale celotno listno površino. Na storžkih smo opazili rjavenje na različnih mestih braktej in brakteol, ki je prav tako napredovalo in zajelo znaten del površine storžkov. Z mikroskopskim pregledom smo potrdili prisotnost glive C. cantuariensis, ki smo jo reizolirali na krompirjevo gojišče. Reizoliran izolat smo nadalje analizirali z molekularno analizo. Rezultati poskusa so tako pokazali zelo kratko inkubacijsko dobo in visoko agresivnost te glive v idealnih pogojih, s čimer si lahko razlagamo zelo hitro napredovanje bolezni v okuženih nasadih.
Pi^glednica 1: Rezultati patogenega testiranja izolata 2CCS glive Cercospora cantuariensis Table 1: Results of pathogenicity testing of 2CCS isolate of Cercospora cantuariensis
Sorta	Dan po inokulaciji	Ocena prizadetosti listja in storžkova		Reizolacija
		v Šopek	1 2 3 4 Kb	
Celeia	o 3	Listje Storžki	10 110	+
			0 0 10 0	+
	7	Listje Storžki	3 2 4 4 0	+
			112 10	+
"Skala 0-5 (0=brez bolezenskih znamenj, 1 = 1-20%; 2 = 21-40%; 3 = 41-60%, 4 = 61-80%, 5 = 81-100%) ^Neokužen šopek lateralnih poganjkov hmelja
3.3 Molekularna identifikacija
Z namenom potrditve rezultatov morfološke analize smo določili nukleotidno zaporedje ITS regij ribosomalnih RNA genov (ITS 1, 5.8S rDNA and ITS 2) dvema reprezentativnima izolatoma 1CCA in 2CCS, reizoliranem izolatu 2CCS, ter referenčnem izolatu glive C. cantuariensis (CBS 112.24), ki smo ga pridobili iz mikološke zbirke The Centraalbureau voor Schimmel cultures (CBS) - an Institute of the Royal Netherlands Academy of Arts and Sciences (KNAW). Pri vseh 4 izolatih smo dobili enako 566 bp dolgo sekvenco, ki je pri primerjavi v podatkovni GenBank [1], pokazala najvišjo stopnjo podobnosti (95 %, 491/515) s sekvenco (AY266155) izolata MA12 glive Mycocentrospora acerina, ki povzroča gnitje korenin in pegavost listja na korenju (Daucus carota), kumini (Carum carvi), zeleni (Apium graveolens) in pastinaku oz. navadnem rebrincu (Pastinaca sativa). Na osnovi molekularne analize in primerjave z ostalimi cerkosporoidnimi glivami lahko sklepamo, da bi bilo primerneje glivo C. cantuariensis uvrstiti v rod Mycocentrospora in jo tako preimenovati v M. cantuariensis, vendar je potrebno pred tem opraviti še dodatne analize. Kot referenco našim analizam smo v podatkovno bazo GenBank vpisali ITS sekvence za izolate 1CCS, 2CCS in CBS 112.12, pod akcesijske številke EU346862, EU346863 in EU346864.
3.4 Taksonomija in nomenklatura
Rod Cercospora predstavlja pomembno skupino vrst gliv, ki so patogene širokemu spektru različnih rastlin, saj jih najdemo na skoraj vseh družinah dvokaličnic in enokaličnic ter celo na iglavcih in praprotih. Skupno je opisanih več kot 3000 vrst in predstavlja eno največjih skupin hifomicet [16]. Prvo podrobnejše seciranje in pregled te obsežne skupine je na osnovi morfoloških lastnosti opravil Deighton [6-9], ki je re-klasificiral mnogo vrst v rodove kot so Cercosporella, Cercosporidium, Paracercospora, Pseudocercospora, Pseudocercosporella, Pseudocercosporidium, Mycocentrospora in mnoge druge, kar kaže na kompleksnost celotne skupine, ki jo lahko imenujemo tudi skupina cerkosporoidnih gliv. Po zadnji reviziji, ki je vključevala tudi molekularne analize, je v rod Cercospora vključenih 659 vrst, kjer pri večini spolna faza ni znana, dokazano pa je, da rod Cercospora predstavlja anamorfno obliko rodu Mycosphaerella [5]. Taksonomsko je torej gliva C. cantuarienis uvrščena v družino Mycosphaerellaceae, red Capnodiales, podrazred Dothideomycetidae, razred Dothideomycetes in skupino Ascomycota. Obstajajo tudi trije sinonimi za to glivo in sicer Centrospora cantuariensis (E.S. Salmon & Wormald) Deighton, Mycocentrospora cantuariensis (E.S. Salmon & Wormald) Deighton, in Pseudocercospora cantuariensis (E.S. Salmon & Wormald) U. Braun [11]. Z namenom poimenovanja bolezni, ki jo povzroča C. cantuariensis, smo poslovenili angleško ime »Cercospora leaf spot« [2] v hmelj eva cerkosporna pegavost, ki ga navajamo tudi v ostalih publikacijah.
3.5 Ocenitev obsega in stopnje okužbe
Ocenitev pojava bolezni in škodo v posameznih nasadih smo opravili v Radljah ob Dravi v času obiranja hmelja. Pri tem smo na končnem traku obiralnega stroja odvzeli vzorce storžkov, ki smo jih v laboratoriju mikroskopsko pregledali in ocenili z ocenjevalno skalo od 0 do 4. Stopnjo okužbe, ki jo lahko upoštevamo kot indikator uničenega pridelka, smo izračunali po formuli Townsend - Heuberger. Iz preglednice 2 je razvidno, da se je delež obolelih storžkov v nasadih gibal med 7 do 26 odstotki in da je stopnja okužbe v najbolj prizadetem nasadu dosegla več kot 16 odstotkov, kar kaže na izredno agresiven izbruh
hmeljeve cerkosporne pegavosti, ki je primerljiv z večjimi izbruhi hmelju najpomembnejše bolezni hmeljeve peronospore (Pseudoperonospora humuli).
Preglednica 2: Pojav glive Cercospora cantuariensis na hmeljnih storžkih glede na sorto in hmeljišče v Radljah ob Dravi v letu 2007
Table 2: The appearance of Cercospora cantuariensis on hop cones regarding variety and hop garden in Radlje ob Dravi in 2007
Hmeljišče	Sorta hmelja	Stopnja okužbea (%)	Delež prizadetih storžkov (%)
H8	Aurora	16,6	26
H4	Aurora	9	13
B4	Celeia	10,3	17,5
H7	Aurora	4,5	7,7
H1-2	Aurora	6,4	9,3
B6	Aurora	5,6	9,7
aTownsend-Heuberger indeks obolenja
Slika 3: Razvojni krog glive Cercospora cantuariensis na hmelju Figure 3: Life cycle of Cercospora cantuariensis on hop
3.6 Epidemiologija in razvojni krog glive Cercospora cantuariensis
Epidemiološke lastnosti skupaj z razvojnim krogom (Slika 3) glive C. cantuariensis so podrobno še neraziskane, kljub temu pa lahko na osnovi dosedanjih opazovanj in podatkov sorodnih vrst povzamemo, da gliva preživi na odmrlih ostankih obolelih delov hmelja. Najverjetneje tvori klamidospore, ki ji omogočajo tudi večletno preživetje v tleh. Pri nekateri sorodnih glivah kot je npr. M. acerina se klamidospore ohranijo tudi do 11 let [19]. Prve okužbe lahko pričakujemo v zadnji dekadi junija predvsem na spodnjem delu rastline. Po primarni okužbi nadaljnje širjenje poteka s konidiji, ki se formirajo na listnih pegah. Toplo in vlažno vreme s pogostimi padavinami pospešuje nastanek večjih izbruhov, ki se pričakujejo predvsem v mesecu avgustu in septembru, ko prihaja tudi do okužb storžkov. Takšne vremenske pogoje, z znatnim odstopanjem od dolgoletnih povprečij, smo zasledili v letu 2005 in 2007, ko je prišlo do močnejših izbruhov hmelj eve cerkosporne pegavosti, kar kaže na visoko odvisnost te bolezni od vremenskih razmer. Pomembno je izpostaviti, da se bolezen do sedaj omenja samo na hmelju, vendar obstaja možnost tudi ostalih gostiteljskih rastlin, kot so npr. nekater plevelne vrste, kar bo predmet prihodnjih raziskav.
3.7 Možnosti obvladovanja hmeljeve cerkosporne pegavosti
Gliva Cercospora cantuariensis v nasadih preživi na odmrlih obolelih ostankih hmelja, zato vračanje hmeljevine po obiranju pridelka v hmeljišča povečuje talni infekcijski potencial in možnost za nastanek okužb. Zato priporočamo deponiranje hmeljevine izven hmeljišč. Če to ni mogoče, je priporočljivo hmeljevino najprej obdelati s kompostiranjem, kjer ob razgradnji svežih ostankov rastlin prihaja do letalnega segrevanja mase, ki povzroči odmrtje rastlinskih patogenov. Za pravilno kompostiranje, hmeljevino uredimo v kup višine 2 m, katerega nato prekrijemo za dobo najmanj 2-3 mesecev s PVC folijo, da zagotovimo enakomerno segrevanje celotne mase kupa. Poleg fitosanitarnih ukrepov in žlahtnjenja odpornih sort hmelja je ob izbruhu nujna tudi zaščita z uporabo fungi cidov. Pri tem je znanih precej aktivnih snovi, ki so učinkovite za zatiranje gliv iz rodu Cercospora in prihajajo iz različnih skupin fungicidov kot so npr. strobilurini (azoksistrobin, trifloksistrobin, piraklostrobin), triazoli (mikobutanil, tebukonazol, triadimenol), benzimidazoli (karbendazim), kloronitrili (klorothalonil) in drugi.
V hmeljarstvu smo zaradi relativno majhne proizvodnje hmelja kot izrazito izvozno naravnane dobrine precej omejeni z izbiro fitofarmacevtskih sredstev (FFS). Škropilni programi tako nastajajo na osnovi dovoljenih fitofarmacevtskih sredstev v Sloveniji in državah uvoznicah kot sta Nemčija in Združene države Amerike. Za prvo preprečevanje izbruhov smo tako v škropilni program vključili dva strobilurinska pripravka Zato WG 50 (a.s. trifloksistrobin; Bayer Crop Science) in Quadris (a.s. azoksistrobin; Syngenta), od katerih je prvi primarno namenjen oz. registriran pri Fitosanitarni upravi Republike Slovenije za zatiranje hmeljeve pepelovke (Sphaerotheca macularis) in drugi za zatiranje hmeljeve peronospore. Oba pripravka sta namenjena za preventivno uporabo. V primeru potrebe za reševanje nastankov okužb pa ju svetujemo v kombinaciji s sistemičnim pripravkom Systhane 12E (aktivna snov; miklobutanil; Dow Agrosciences), ki ima prav tako dovoljenje za uporabo na hmelju, vendar primarno za zatiranje hmeljeve pepelovke. Seveda gre v tem primeru za prve usmeritve obvladovanja te bolezni. V prihodnosti bo potrebno opraviti še več raziskav predvsem v smeri določitve učinkovitosti in primernosti omenjenih fungicidov, določiti
pragove škodljivosti ter proučiti možnosti napovedovanja izbruhov hmelj eve cerkosporne pegavosti.
4 ZAKLJUČEK
Pojav novih bolezni je stalen evolucijski proces, ki nastaja zaradi nenehnega prilagajanja parazitov na nove gostitelje ali spreminjanja ekologije okolja. Kmetijstvo, ki predstavlja umeten proces gojenja rastlin in občutljivo strateško gospodarsko panogo, je lahko zaradi svojih lastnosti še posebno ranljivo na pojav novih bolezni. Slovensko hmeljarstvo se je v preteklosti že srečalo z velikimi izgubami pridelka, ki so jih povzročile »nove« bolezni. Tako je npr. prenos hmelj eve peronospore iz Japonske v Evropo v letih 1926-1936 povzročil uničujoče izbruhe in prisilil pridelovalce v spremembo sortne sestave. Stalno prilagajanje parazitov na nove gostitelje, okužen sadilni material iz drugih območij, monokulturno gojenje hmelja in podnebne spremembe so in bodo predstavljali dejavnike tveganja za nastanek novih bolezenskih izbruhov. Zaradi podnebnih sprememb se je v Sloveniji v zadnjih 30 letih temperatura zraka zvišala za 1,5 °C, kar vpliva na cirkulacijo ozračja in se odraža v spremenjeni količini in porazdelitvi padavin ter vlage v ozračju [12]. Mile zime z vročimi poletji in neenakomerno razporejenimi padavinami ustvarjajo boljše pogoje za razvoj gliv iz rodov kot so npr.: Cercospora, Phoma, Septoria, Erysiphe, Sphareotheca, Puccinia [15]. To se na področju hmeljarstva že izraža z nedavnim pojavom hmeljeve cerkosporne pegavosti in sive pegavosti hmelja (Phoma exigua) [17,18]. Prihodnje aktivnosti reševanja te problematike bodo temeljile na integriranih pristopih, ki vključujejo epidemiološke študije, odpornosti sort, določanje učinkovitosti fitofarmacevtskih sredstev, fitosanitarne ukrepe in druge. To bo v prihodnosti omogočilo postavitev ustreznih strategij varstva in pripravljenost na tovrstne izzive, ki zahtevajo hitre reakcije strokovnih služb.
ZAHVALA
Avtorji članka se zahvaljujemo mag. M. Žolnirju, G. Pronegg-u, T. Vaukanu in S. Pogladiču za pomoč pri delu in spremljanju ter ugotavljanju razširjenosti pojava glive.
5 VIRI
1.	Altschul, S.F., Madden, T.L., Schaffer, A.A., Zhang. J., Zhang. Z., Miller, W., Lipman, D.J., Gapped BLAST and PSI-BLAST: a new generation of protein database search programs.- NucleidAcids Research 25(1997), p. 3389-3402.
2.	APS., http://www.apsnet.org/online/common/comment/hop.asp (19.10.2008).
3.	CBS., http://www.cbs.knaw.nl/databases/ (18.10.2008).
4.	Chupp, C., A monograph of the fungus genus Cercospora. Ithaca, U.S.A: Published by the author, 1953, p. 1-667.
5.	Crous, P.W., Braun, U., Mycosphaerella and its anamorphs: 1. Names published in Cercospora and Passalora. - CBS Biodiversity Series 1(2003), s. 1-571.
6.	Deighton, F.C., Studies on Cercospora and allied genera. II. Passalora, Cercosporidium, and some species of Fusicladium on Euphorbia. - Mycological Papers 112(1967), p. 1-80.
7.	Deighton, F.C., Studies on Cercospora and allied genera. IV. Cercosporella Sacc., Pseudocercosporella gen.nov and Pseudocercosporidium gen.nov. - Mycological Papers 133(1973), p. 1-66.
8.	Deighton, F.C., Studies on Cercospora and allied genera. VII. New species and redispositions.- Mycological Papers 144(1976), p. 1-56.
9.	Deighton, F.C., Studies on Cercospora and allied genera.IV. Pseudocercospora Speg., Pantospora Cif. and Cercoseptoria. - Mycological Papers 140(1976), p. 1-168.
10.	Hsieh, W.H. & Goh, T.K., Cercospora and similar fungi from Taiwan, 240(1990).
11.	Index Fungorum, http://www.speciesfungorum.org/Names/Names.asp (19.10.2008).
12.	Kajfež, L., Podnebne spremembe in prihodnost Slovenije. http://www.prihodnost-slovenije.si/ (18.10.2008).
13.	Kump, B., Javornik, B., Evaluation of genetic variability among common buckwheat (Fagopyrum esculentum) populations by RAPD markers.- Plant Science, 114(1996), p. 149-159.
14.	Lee, S.B., Taylor, J.W., Isolation of DNA from fungal mycelia and single spores. V: PCR Protocols. A Guide to Methods and Applications. Innis, M.A., Gelfand, D.H., Sninsky, D.H., White, J.J., Eds. T.J. (ur).- San Diego, Academic Press, 1990, p. 282287.
15.	Patterson, D.T., Westbrook, J.K., Joice, R.J., Lingren, P.D., Rogasik, J., Weeds, insects, and diseases. - Climatic Change 43(1999), p. 711-727.
16.	Pollack, F.G. An annotated compilation of Cercospora names.- Mycologia Memoir 12, 1987, p. 1-212.
17.	Radišek, S., Jakše, J., Javornik, B., De Gruyter, J., First report of Phoma exigua as a pathogen of hop in Slovenia. - Plant Pathology 57(2008), no. 2, p. 381.
18.	Radišek, S., Leskosek, G., Jakše, J., Javornik, B., Occurrence of Cercospora cantuariensis on hop in Austria and Slovenia. - New Disease Reports 17(2008), http://www.bspp.org.uk/ndr/ (15.10.2008).
19.	Wall C.J. & Lewis B.G., Survival ofMycocentrospora acerina eonidia. Transactions of the British. - Mycological Society 70(1978), p. 157-160.
20.	Weising, K., Nybom, H., Wolff, K., Meyer, K. Fingerprinting in Plants and Fungi.-London, CRC Press, Inc., 1995, p. 322.
21.	White, T.J., Bruns, T., Lee, S., Taylor, J.W., Ampliofication and direct sequencing of fungal ribosomal RNA genes for phylogenetics. V: PCR Protocols. A Guide to Methods and Applications. Innis, M.A., Gelfand, D.H., Sninsky, D.H., White, J.J., Eds. T.J. (ur).-San Diego, Academic Press, 1990, p. 282-287.
22.	Wormald, H., Diseases of fruits and hops. London, UK: Crosby Lockwood & Son Ltd, 1946, p. 257.